Genetische Unterschiede durch Anpassung

„Umwelt“ ist nicht konstant, sondern unterliegt einem stetigen Wandel. Dieser Wandel betrifft sowohl abiotische (Klima, Bodenzusammensetzung, Feuchtigkeit etc.) als auch biotische (Räuber, Nahrungskonkurrenten, Krankheitserreger etc.) Faktoren. Im Laufe der Evolution haben Arten durch meist graduelle Veränderungen in ihrem Erbgut über zahlreiche Generationen hinweg Merkmale entwickelt, die es ihnen ermöglichen, in ihrer jeweiligen Umgebung besser zurechtzukommen als Arten, die diese Merkmale nicht haben. Dazu zählen u.a. solche generelle Anpassungen wie die an ein Leben im Wasser oder an Land. Andere, speziellere Anpassungen sind die z.B. Ausprägung eines dickeren Winterfells bei Tieren der gemäßigten Klimazonen oder die Fähigkeit, die Verdauung auf ein sich jahreszeitlich änderndes Nahrungsangebot einstellen zu können. Eine sich verändernde Umwelt ist also die Einflussgröße, die die Evolution „antreibt“.

Mit Hilfe modernster Methoden versuchen wir, die Umweltbedingungen (Klima & Vegetation) in bestimmten historischen Zeiträumen (letzte Eiszeit bis heute) zu erfassen und gleichzeitig die Ausprägung bestimmter genetischer Merkmale von Wildtieren, die in diesen Zeiträumen lebten (Fossilien, Museumsproben), zu identifizieren. Anschließend sollen die Veränderungen der Umwelt in Beziehung zu den gemessenen Veränderungen im Erbgut der Wildtiere gesetzt werden, um zu erforschen, ob ein Zusammenhang zwischen bestimmen Umweltveränderungen und bestimmten Veränderungen im Erbgut besteht.

Genetische Grundlagen für die Fellfarbe

Bereits Charles Darwin hat in seinem Werk „Vom Ursprung der Arten“ beschrieben, wie wichtig die Körperfärbung der Tiere ist. Biologen untersuchen seither, wie diese mit der Partnerwahl, der Tarnung, der Kommunikation, aber auch mit der Steuerung verschiedener Prozesse im Körper, dem Schutz vor ultravioletter Strahlung und der Abwehr von Parasiten und Krankheitserregern zusammenhängt.

Seit einigen Jahren analysieren wir die genetischen Grundlagen der Fellfarben von Säugern. Haus- und Labortiere sind für diese Studien besonders gut geeignet, da die individuelle Abstammung der Tiere und die Vererbung einzelner Farbvarianten bekannt sind. Gleichzeitig können relativ viele Individuen unter kontrollierten Bedingungen untersucht werden. Rassen oder Zuchtlinien wurden oft auf einen bestimmten Farbphänotyp selektiert. Die Nachkommen erhalten in diesem Fall von beiden Elternteilen das gleiche Farballel. Daher gibt es inzwischen eine breite Palette unterschiedlicher Fellfarben, die für die Forschung interessante Einblicke in die Genetik der Fellfarben liefert. Mit der Färbung haben Züchter allerdings auch Gendefekte und Erbkrankheiten in einzelnen Rassen oder Linien manifestiert, da diese mit  bestimmten Fellfarben gekoppelt  sind. Dazu gehören zum Beispiel die Nachtblindheit und die Taubheit, welche bei Haus- und Nutztieren häufiger vorkommen.

In freier Wildbahn sind Eigenschaften wie die Nachtblindheit jedoch ein erheblicher selektiver Nachteil. Betroffene Tiere werden nicht alt und haben nur selten Nachkommen. Aus diesem Grund kommen die damit assoziierten Fellfarben in der Natur nicht vor. Wildlebende Arten haben aufgrund ihrer Anpassung (Tarnung) oft nur eine geringe Variation in Bezug auf ihre Fellfarben. Diese Anpassung nennen Biologen „general colour resemblance“ (allgemeine Ähnlichkeit in der Färbung).

Ein Beispiel für „general colour resemblance“ ist eine Fellfarbe, die das Tier optisch mit der Umgebung verschmelzen lässt. Diese Tarnung wird in der Fachsprache „Crypsis“ genannt. Typische Beispiele sind Eisbären mit ihrem hellen Fell, das in der Schneewelt des hohen Nordens kaum auffällt, oder Schneehasen, die sich im Sommer mit einem graubraunen und im Winter mit einem weißen Fell optimal an ihre Umgebung anpassen. Andere Tiere wie Tiger oder Zebras besitzen ein Streifenmuster, das in dem Wechselspiel von Licht und Schatten unter Bäumen und in Büschen verschwimmt. Wieder andere Arten setzen auf unregelmäßig über ihren Körper oder Körperteile verstreute Flecken, auf starke Farbkontraste oder sich kontinuierlich verändernde Tönungen, die jeweils in den Augen eines Beobachters den Körper aufzulösen scheinen. Diese Art der Färbung oder Tarnung heißt „obliterative shading“.

Die natürliche Selektion hat bei den meisten freilebenden Säugetierarten allerdings für eine recht homogene Färbung gesorgt. Es gibt aber auch Arten wie zum Beispiel die Braun- und Schwarzbären, welche eine ganze Reihe von Farbvarianten besitzen. Oft sind solche Arten über riesige Gebiete verbreitet und müssen sich damit an sehr unterschiedliche Umgebungen anpassen. Diese Beispiele zeigen, dass sich die Forschung nach einem Jahrhundert von Studien an Nutz- und Haustieren jetzt den Wildtieren zuwenden sollte, um die genetischen und evolutiven Hintergründe ihrer Färbungen aufzuklären.

Auf Spurensuche im Erbgut

Mit modernen Methoden wie dem „next-generation sequencing“ können IZW-Wissenschaftler das Erbgut vieler verschiedener Tiere durchforsten. Dort suchen sie nach den Spuren der Anpassungen, mit denen freilebende Tiere auf die zahllosen Herausforderungen der Umwelt, der überall lauernden Krankheitserreger und der Besonderheiten ihres eigenen Lebenslaufs reagiert haben. So lässt sich mehr über die genetischen Grundlagen solcher Anpassungen herausfinden.

Krankheitserreger hinterlassen Spuren im Erbgut ihres Opfers

Wie empfindlich ein Tier auf verschiedene Krankheitserreger reagiert, hängt häufig sehr stark von seinem Hauptgewebeverträglichkeitskomplex ab („MHC“, Englisch für „Major Histocompatibility Complex“). Der MHC ist Teil des Immunsystems, und wie sein Name sagt, verantwortlich für die Erkennung von „Selbst“ (körpereigene Zellen) und „Nicht-Selbst“ (körperfremde Zellen, z.B. von Krankheitserregern). Die Effizienz des MHC hängt davon ab, wie gut dessen Eiweiße an die Eiweiße potentieller Krankheiterreger binden und diese nachfolgend unschädlich machen können..

Da in der Natur sterile (keimfreie) Umgebungen nicht vorkommen, sind Arten praktisch immer mit einer ganzen Reihe, häufig unterschiedlich strukturierter  Erreger konfrontiert. Um die Aussterbewahrscheinlichkeit einer Population niedrig zu halten, sollten in einer Population möglichst viele verschiedene MHC-Strukturen vorhanden sein. Auf diese Weise steigen die Chancen, dass zumindest einige dieser MHC-Eiweiße gut oder sehr gut zu einem neuartigen Erreger passen und diesen in Schach halten können. Im Verlauf der evolutionären Entwicklung einer Art hat ein breites Erregerspektrum dazu geführt, dass sich viele unterschiedliche MHC-Strukturen ausbilden konnten. Tatsächlich finden wir bei vielen Säugetiergruppen eine solche MHC-Vielfalt (z.B. bei Nagetieren, Beuteltieren, Fledertieren, Raubtieren,  Affen).

Die Evolution der MHC-Strukturen beim Wirt ist gleichzeitig der Antrieb für die Evolution beim Erreger. Durch Mutationen entstehen beim Erreger Varianten, die vom MHC des befallenen Wirtes nur schwer oder anfangs gar nicht erkannt werden, und so einen Fitnessvorteil für die veränderten Varianten bedeuten (diese Varianten werden sich im Wirt besser vermehren als andere Varianten). Man spricht hier von Koevolution: Jede evolutive Veränderung beim MHC des Wirtes (verbesserte Abwehr) bedingt eine evolutive Veränderung beim Erreger (verbesserte Umgehung der Wirtsabwehr), die wiederum eine evolutive Veränderung beim Wirt bewirkt usw.usf.

Diese Koevolution zwischen Erreger und Wirt beobachten wir zurzeit bei einer Kaninchenkrankheit, der sehr ansteckenden „Chinaseuche“. Das sogenannte RHD-Virus („rabbit haemorrhagic disease“; Kaninchen-Blutungskrankheit) befällt Zuchtkaninchenrassen und Wildkaninchen auf der ganzen Welt, wobei das Virus sehr spezifisch für das Europäische Wildkaninchen (Oryctolagus cuniculus) ist. Hauptsymptome der „Chinaseuche“ sind die Störung der Blutgerinnung und die daraus resultierende Leberentzündung, die in der Mehrzahl der Fälle innerhalb weniger Tage zum Tod führt. Im Südwesten Europas gefährdet diese Infektion die Kaninchenbestände stark. In Australien hingegen, wo europäische Kaninchen im 19. Jahrhundert zu Jagdzwecken eingeführt wurden und sich in Ermangelung natürlicher Feinde explosionsartig vermehrt haben, nutzen Naturschutzbehörden das RHD-Virus als biologisches „Schädlingsbekämpfungsmittel“, um die Zahl der Kaninchen wieder zu reduzieren. Untersuchungen der letzten Jahre haben ergeben, dass die Wirksamkeit des RHD-Virus nachzulassen beginnt (die Sterberate infizierter Tiere sinkt). Im Immunsystem der Kaninchen treten unterdessen MHC-Varianten auf, die besser gegen das RHD-Virus „ankämpfen“ können; neben einer geringeren Sterberate bei Infektionen erreichen Kaninchenpopulationen auch viel schneller wieder ihre Ausgangsgröße. Der Evolutionstheorie zufolge sollten auf Grund der Veränderungen beim Wirt auch im Erbgut des Virus Varianten auftreten, die den veränderten MHC-Eiweißen des Wirtes besser ausweichen können, und genau das wird zurzeit beobachtet.

Wettrüsten zwischen Immunsystem und Viren

Die Koevolution zwischen dem Erbgut des Immunsystems von wildlebenden Tieren und dem Erbgut von Krankheitserregern ist bisher kaum erforscht. Wir untersuchen daher mit modernen Methoden der Molekularbiologie, wie den „cDNA Microarrays“, einige tausend Genvarianten parallel zueinander. Dabei analysieren wir das Erbgut gesunder, infizierter (aber nicht verstorbener) und verstorbener Kaninchen auf das Vorhandensein bestimmter Genvarianten (z.B. des MHCs). So können wir die Spuren der beschriebenen RHD-Virus-Infektion im Erbgut der Leber der betroffenen Kaninchen nachweisen. Manchmal liefern die Proben aus der Natur ganz andere Ergebnisse, als wir sie nach Untersuchungen an Labortieren erwartet hätten. Zusätzlich zu den Ergebnissen zum MHC lassen unsere Forschungsdaten auch vermuten, dass Kaninchen dann vor der RHD-Infektion geschützt sind, wenn bestimmte, von den Viren als „Eingangstür in die Zelle“ genutzte Eiweiße auf der Oberfläche der Kaninchen-Leberzellen nicht mehr gebildet werden.

Bei Waldratten der im Süden Brasiliens vorkommenden Art Delomys sublineatus sowie bei der Waldmaus Apodemus sylvaticus, die in vielen Regionen auf der Nordhalbkugel der Erde beheimatet ist, haben wir das Erbgut des Immunsystems mit einer „Echtzeit-PCR“ oder „qPCR“ genannten Methode untersucht. Es ließ sich eine Beziehung zwischen dem Körpergewicht der Tiere und den Reaktionen des Immunsystems bei Befall mit Darmwürmern herstellen. Vor allem die Aktivität sogenannter „Zytokin-Gene“, nach deren Bauanleitung Steuerfaktoren für das Wachsen und die Spezialisierung von Immunzellen gebildet werden, hing mit dem „Body Mass Index“ der Nagetiere zusammen.

Ausgewählte Publikationen

Froeschke G, Sommer S (2012) Insights into the complex associations between MHC class II DRB polymorphism and multiple gastrointestinal parasite infestations in the Striped Mouse (Rhabdomys pumilio) in southern Africa. PLoS ONE 7.

Ludwig A, Pruvost M, Bellone R, Benecke N, Sandoval-Castellanos E, Morales-Muñiz A, O'connor T, Reissmann M, Hofreiter M (2012) Reply to Bar-Oz and Lev-Yadun: Horse colours in time and space. PNAS 109: E1213.

Ploshnitsa A, Goltsman M, Macdonald DW, Kennedy L, Sommer S (2012) Impact of historical founder effects and a recent bottleneck on MHC variability in Commander Arctic foxes (Vulpes lagopus). Ecol Evol 2: 165–180.

Schad J, Dechmann D, Voigt C, Sommer S (2012) Evidence for the ‘good genes’ theory: association of parasitism and reproductive state with immune gene constitution in the bat, Noctilio albiventris. PLoS ONE 7.

Schad J, Voigt C, Greiner S, Dechmann D, Sommer S (2012) Independent evolution of functional MHC class II DRB genes in New World bat species. Immunogenetics 64: 535-547.

Schwensow N, Cooke B, Fickel J, Lutz W, Sommer S (2012) Changes in liver gene expression indicate genetic pathways associated with Rabbit Haemorrhagic Disease infection in wild rabbits. Open Immunol J 5: 23-29.

Axtner J, Sommer S (2011) Heligmosomoides polygyrus infection is associated with lower MHC class II gene expression in Apodemus flavicollis: indication for immune suppression? Infect Genet Evol 11: 2063-2071.

Castro-Prieto A, Wachter B, Melzheimer J, Thalwitzer S, Sommer S (2011) Diversity and evolutionary patterns of immune genes in free-ranging Namibian leopards (Panthera pardus pardus). J Hered 102: 653-665.

Castro-Prieto A, Wachter B, Sommer S (2011) Cheetah paradigm revisited: MHC diversity in the world’s largest free-ranging population. Mol Biol Evol 28: 1455-1468.

Cieslak M, Reissmann M, Hofreiter M, Ludwig A (2011) Colours of domestication. Biol Rev 86: 885-899.

Pruvost M, Bellone R, Benecke N, Sandoval-Castellanos E, Cieslak M, Kuznetsova T, Morales-Muñiz A, O'connor T, Reissmann M, Hofreiter M, Ludwig A (2011) Genotypes of predomestic horses match phenotypes painted in Paleolithic works of cave art. PNAS 108: 18626-18630.

Schad J, Dechmann D, Voigt C, Sommer S (2011) MHC class II DRB diversity, selection pattern and population structure in a neotropical bat species, Noctilio albiventris. Heredity 107: 115-126.

Schwensow N, Axtner J, Sommer S (2011) Are associations of immune gene expression, body condition and parasite burden detectible in nature? A case study in an endemic rodent from the Brazilian Atlantic Forest. Infect Genet Evol 11: 23-30.

Froeschke G, Harf R, Sommer S, Matthee S (2010). Effects of precipitation on parasite burden along a climatic gradient in southern Africa – implications for possible shifts in disease patterns due to global changes. Oikos 119: 1029-1039. (SS and MS supervised equally the study).

Meyer-Lucht Y, Otten C, PüttkerT, Pardini R, Metzger JP, Sommer S (2010) Variety matters: adaptive genetic diversity and parasite load in two mouse opossums from the Brazilian Atlantic Forest differing in their sensitivity to habitat fragmentation. Conserv Genet 11: 2001-2013.

Schwensow N, Dausmann K, Eberle M, Fietz J, Sommer S (2010) Functional associations of similar MHC alleles and shared parasite species in two sympatric lemurs. Infect Genet Evol 10: 662-668.

Schwensow N, Eberle M, Sommer S (2010) Are there ubiquitous parasite-driven MHC selection mechanisms in gray mouse lemurs? International J Primatol 31: 519-537.

Weyrich A, Axtner J, Sommer S (2010) Selection and validation of reference genes for real-time RT-PCR studies in the non-model species Delomys sublineatus, an endemic Brazilian rodent. Biochem Biophys Res Commun 392: 145-149.

Axtner J, Sommer S (2009) Validation of internal reference genes for quantitative real-time PCR in a non-model organism, the yellow-necked mouse, Apodemus flavicollis. BMC Res Notes 2: 264.

Lenz TL, Wells K, Pfeiffer M, Sommer S (2009) Diverse MHC IIB allele repertoire increases parasite resistance and body condition in the Long-tailed giant rat (Leopoldamys sabanus). BMC Evol Biol 9: 269.

Ludwig A, Pruvost M, Reissmann M, Benecke N, Brockmann GA, Castaños P, Cieslak M, Lippold S, Llorente L, Malaspinas A-S, Slatkin M, Hofreiter M (2009) Coat color variation at the beginning of horse domestication. Science 324: 485.

Meyer-Lucht Y, Sommer S (2009) Number of MHC alleles is related to parasite loads in natural populations of yellow necked mice (Apodemus flavicollis). Evol Ecol Res 11: 1085-1097.

Sommer S (2009) Genes and health: The role of immune gene variability (MHC) in parasite resistance in fragmented animal populations. J S Afr Vet Assoc 80: 115.

Meyer-Lucht Y, Otten C, Püttker T, Sommer S (2008) Selection, diversity and evolutionary patterns of the MHC class II DAB in free-ranging Neotropical marsupials. BMC Genet 9: 39.